Edycja genów CRISPR jest teraz możliwa u karaluchów

Kreskówka CRISPR w karaluchach. Źródło: Shirai i wsp./Metody raportowania komórek

Według artykułu badawczego opublikowanego w czasopiśmie Metody raportowania komórek Przez Cell Press 16 maja^takW 2022 r. naukowcy stworzyli technologię CRISPR-Cas9, aby umożliwić edycję genów u karaluchów. Bezpośrednia i skuteczna procedura CRISPR (DIPA-CRISPR) polega na wstrzykiwaniu substancji dorosłym samicom tam, gdzie rosną jaja, a nie same zarodki.

„W pewnym sensie badacze owadów uwolnili się od dyskomfortu wstrzykiwania jaj” – mówi starszy autor badania Takaaki Daimon z Uniwersytetu w Kioto. Możemy teraz swobodniej i z własnej woli modyfikować genomy owadów. W zasadzie ta metoda powinna działać na ponad 90% gatunków owadów.”

Obecne metody edycji genów owadów zazwyczaj wymagają mikroiniekcji materiału do wczesnych zarodków, co poważnie ogranicza ich zastosowanie do wielu gatunków. Na przykład wcześniejsze badania nie dotyczyły manipulacji genetycznych karaluchów ze względu na ich unikalny układ rozrodczy. Ponadto edycja genów owadów często wymaga drogiego sprzętu, specyficznej konfiguracji eksperymentalnej dla każdego gatunku oraz wysoko wykwalifikowanego personelu laboratoryjnego. „Te problemy z konwencjonalnymi metodami nękają naukowców, którzy chcą przeprowadzić edycję genomu różnych gatunków owadów” – mówi Damon.

Aby przezwyciężyć te ograniczenia, Damon i jego współpracownicy wstrzyknęli rybonukleoproteiny Cas9 (RNP) do głównej jamy ciała dorosłych samic świerszczy, aby wprowadzić mutacje genetyczne do rozwijających się komórek jajowych. Wyniki pokazały, że wydajność edycji genów – odsetek zmodyfikowanych osobników w całkowitej liczbie wyklutych osobników – może sięgać 22%. U chrząszcza czerwonego DIPA-CRISPR osiągnął wydajność ponad 50%. Co więcej, badacze wygenerowali chrząszcze genowe poprzez jednoczesne wstrzykiwanie jednoniciowych oligonukleotydów i RNP Cas9, ale wydajność jest niska i powinna być dalej ulepszana.

Pomyślne zastosowanie DIPA-CRISPR w dwóch ewolucyjnie odległych gatunkach świadczy o jego powszechnym zastosowaniu. Ale to podejście nie ma bezpośredniego zastosowania do wszystkich rodzajów owadów, w tym muszek owocowych. Ponadto eksperymenty wykazały, że najważniejszym czynnikiem sukcesu jest etap iniekcji dorosłej samicy. W konsekwencji DIPA-CRISPR wymaga dobrej znajomości rozwoju jajników. W przypadku niektórych gatunków może to stanowić wyzwanie ze względu na zróżnicowaną historię życia i strategie rozrodcze owadów.

Pomimo tych ograniczeń DIPA-CRISPR jest dostępny, wysoce praktyczny i łatwy do wdrożenia w laboratoriach, rozszerzając zastosowanie edycji genów na różne modele i niemodelowe gatunki owadów. Ta technologia wymaga minimalnego sprzętu do wstrzykiwania dorosłym i tylko dwóch składników – białka Cas9 i jednego przewodnika[{” attribute=””>RNA—greatly simplifying procedures for gene editing. Moreover, commercially available, standard Cas9 can be used for adult injection, eliminating the need for time-consuming custom engineering of the protein.

“By improving the DIPA-CRISPR method and making it even more efficient and versatile, we may be able to enable genome editing in almost all of the more than 1.5 million species of insects, opening up a future in which we can fully utilize the amazing biological functions of insects,” Daimon says. “In principle, it may be also possible that other arthropods could be genome edited using a similar approach. These include agricultural and medical pests such as mites and ticks, and important fishery resources such as shrimp and crabs.”

Reference: “DIPA-CRISPR is a simple and accessible method for insect gene editing” by Yu Shirai, Maria-Dolors Piulachs, Xavier Belles and Takaaki Daimon, 16 May 2022, Cell Reports Methods.
DOI: 10.1016/j.crmeth.2022.100215

This work was supported by funding from JSPS KAKENHI, JSPS Open Partnership Joint Research Projects, Spanish Ministry of Innovation and Competitiveness, and CSIC-Spain, and in part by Cabinet Office, Government of Japan, Cross-ministerial Moonshot Agriculture, Forestry and Fisheries Research and Development Program.